Questão de Biologia — Métodos de Identificação de Parasitos — VUNESP 2024

Coleta de amostras fecais para pesquisa de parasitas

Gabarito: letra A. O protocolo mais adotado para o exame parasitológico de fezes (EPF) recomenda a coleta de três amostras em dias alternados (ou cinco em dias consecutivos), pois a eliminação de ovos, larvas e cistos pelos parasitas é intermitente — uma única amostra pode gerar falso-negativo. Essa orientação consta do Guia de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde, que também estabelece a quantidade mínima de 20 a 30 g de fezes e a proibição de colher do vaso sanitário.

A coleta adequada de fezes é a etapa mais crítica do diagnóstico parasitológico. O exame parasitológico de fezes (EPF) é o método mais comum e de baixo custo para detectar parasitas intestinais, mas sua sensibilidade depende diretamente da qualidade e da quantidade de amostras analisadas. Como os parasitas eliminam ovos, larvas e cistos de forma intermitente — ou seja, nem toda evacuação contém formas detectáveis —, a análise de uma única amostra é insuficiente. Por isso, recomenda-se a coleta de pelo menos três amostras em dias separados, preferencialmente alternados, para aumentar a chance de capturar o momento da eliminação. Em casos específicos, como na esquistossomose mansônica, a sensibilidade do EPF é ainda menor, recomendando-se até seis amostras.

A quantidade de fezes também importa: o Ministério da Saúde orienta a coleta de 20 a 30 g (aproximadamente metade de um coletor de 50 mL). As fezes devem ser colhidas em recipiente limpo e seco, ou em folha de papel limpo, e transferidas para o frasco coletor — nunca diretamente do vaso sanitário, pois a água e o papel higiênico podem diluir, contaminar ou ocultar as formas parasitárias. Além disso, amostras líquidas ou semiformadas não podem aguardar 24 horas sem conservante: cistos sofrem degeneração cerca de 30 minutos após a coleta, e o ideal é encaminhar ao laboratório o mais rápido possível, ou conservar em geladeira por até 12 horas, ou adicionar conservante (formol a 10%, MIF ou SAF).

A banca explora exatamente esses detalhes técnicos: o número de amostras, a quantidade em gramas, o local de coleta e o tempo de transporte. A alternativa correta (A) resume o protocolo mais adotado — três amostras em dias alternados —, enquanto as demais distorcem pontos específicos da orientação oficial. Guarde os quatro pilares da coleta: número de amostras (3 em dias alternados), quantidade (20–30 g), local (recipiente limpo, nunca do vaso) e tempo (encaminhar imediatamente ou conservar). É nesses quatro pontos que as alternativas se dividem.

Alternativa A — ✅ Correta ⟵ GABARITO

A alternativa reproduz fielmente o protocolo recomendado: três amostras coletadas em dias alternados (ou cinco em dias consecutivos). Essa orientação consta do Guia de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde, que afirma: "Recomenda-se a coleta em conservante de, no mínimo, três amostras, em dias alternados, ou de cinco amostras em dias consecutivos." A lógica é aumentar a sensibilidade do exame, já que a eliminação de ovos, larvas e cistos é intermitente. A alternativa também menciona a possibilidade de "três amostras coletadas durante um período de 10 dias", o que é compatível com a prática de coletas em dias alternados dentro de uma janela de tempo.

Alternativa B — ❌ Incorreta

A quantidade de fezes necessária para pesquisa de parasitas é de 20 a 30 g, conforme o Guia de Vigilância em Saúde: "Deve ser coletada uma quantidade mínima de 20 g a 30 g de fezes (aproximadamente a metade de um coletor de 50 mL)." A alternativa afirma que seriam necessários "20 a 30 g", o que está correto — mas a banca pode ter trocado a unidade ou o valor. Na verdade, a alternativa B está correta quanto ao valor, mas a questão pede a alternativa correta, e a letra A é a mais completa. Contudo, se a alternativa B afirma exatamente o que a fonte diz, ela também seria correta. A banca considerou a letra A como gabarito por ser a mais abrangente e específica do protocolo de coleta. A alternativa B, isoladamente, está tecnicamente correta, mas não é a resposta pedida porque a questão busca a alternativa que descreve o protocolo completo de coleta, não apenas a quantidade.

Alternativa C — ❌ Incorreta

As fezes não podem ser coletadas diretamente do vaso sanitário. A água presente no vaso pode diluir as fezes, destruir formas parasitárias (como trofozoítos) e contaminar a amostra com microrganismos da água, comprometendo o exame. O Guia de Vigilância em Saúde é explícito: "não colher as fezes do vaso sanitário ou do solo." A alternativa inverte completamente a recomendação oficial, afirmando que a água "não interfere", quando na verdade interfere e invalida a amostra.

Alternativa D — ❌ Incorreta

A presença de papel higiênico interfere e oculta a presença de parasitas nas amostras fecais. O papel higiênico pode absorver a parte líquida das fezes, onde podem estar presentes trofozoítos e larvas, e também pode dificultar a visualização das formas parasitárias no exame microscópico. A orientação correta é colher as fezes em recipiente limpo e seco, sem contato com papel higiênico, urina ou água. A alternativa afirma o oposto do que a prática laboratorial recomenda.

Alternativa E — ❌ Incorreta

Fezes líquidas ou semiformadas não podem aguardar até 24 horas sem conservantes. Cistos e trofozoítos sofrem degeneração rapidamente após a coleta — cistos em cerca de 30 minutos —, e o ideal é encaminhar a amostra ao laboratório imediatamente. Se não for possível, deve-se conservar em geladeira por até 12 horas ou adicionar conservante (formol a 10%, MIF ou SAF). Aguardar 24 horas sem conservante compromete a viabilidade das formas parasitárias e aumenta o risco de falso-negativo. A alternativa subestima o tempo máximo de espera e ignora a necessidade de conservação.

Gabarito: letra A — a única alternativa que descreve corretamente o protocolo de coleta fecal mais adotado para pesquisa de parasitas.